技术领域
本发明属植物离体快速繁殖技术领域，更具体地说，本发明涉及一种用于单叶蔓荆丛芽诱导与扁平化茎段上形成不定芽再生途径的离体快速繁殖的培养基套盒及方法。
背景技术
单叶蔓荆(Vitex rotundifolia L.)是马鞭草科牡荆属落叶小灌木。广泛分布于热带、亚热带地区的沙滩，海边以及湖畔等地的荒洲上，其适应能力强，对环境要求不严格并具有耐碱、耐高温等特性，可作为海滨沙地、风口地段固沙造林的先锋植被。单叶蔓荆还具有较高药用价值，其果实是我国常用中药“蔓荆子”的来源之一，具有疏散风热，清利头目的功效。现代药理研究表明，蔓荆子具有莰烯、蒎烯、黄酮类、紫花牡荆素和木犀草素等化学成分具有明显地镇痛、抗炎、降压、抗肿瘤以及抗衰老等作用。且其茎条还可以用于箩筐的编制，花可提取香气等。
随着近年来蔓荆子新用途和新产品的开发利用，其市场需求量日益增加。导致其资源日益枯竭。在《国家重点保护野生药材物种名录》中，单叶蔓荆已被列为国家Ⅲ级濒危保护植物。目前，国内外对于蔓荆子的研究主要集中在化学成分和药理作用方面，在人工保护繁殖的研究较少。单叶蔓荆的繁殖方法主要有种子繁殖、扦插繁殖、分株繁殖、压条繁殖以及非试管营养器官快速育苗等。目前并无单叶蔓荆组织培养快繁的报道。
发明内容
本发明的目的在于：克服现有技术中缺乏对单叶蔓荆的人工繁殖方法等问题，提供了一种以单叶蔓荆带腋芽茎段为外植体，探讨不同浓度、种类的植物生长调节剂及其组合对其丛生芽诱导、茎段偏平化诱导与不定芽发生、不定芽伸长以及生根的影响，建立了高效的单叶蔓荆组培苗快繁技术体系。
为了实现上述发明目的，本发明提供了一种用于建立无菌体系的培养基，其是以MS培养基为基础培养基，添加了25～35g/L蔗糖和6.5～7.5g/L琼脂。
作为本发明用于建立无菌体系的培养基的一种优选技术方案，蔗糖的添加量为30g/L，琼脂的添加量为7g/L。
本发明还提供了一种用于丛芽诱导与增殖的培养基，其是以用于建立无菌体系的培养基为基础培养基，添加了0.5～2.5mg/L 6-苄基腺嘌呤。
本发明还提供了一种用于不定芽诱导的培养基，其是以用于建立无菌体系的培养基为基础培养基，添加了2.5mg/L 6-苄基腺嘌呤。
本发明还提供了一种用于不定芽伸长诱导的培养基，其是以用于建立无菌体系的培养基为基础培养基，添加了1.5～2.5mg/L萘乙酸。
本发明还提供了一种用于生根的培养基，其是以1/2MS培养基为基础培养基，添加了3.0mg/L吲哚丁酸、2.0～3.0mg/L萘乙酸、25～35g/L蔗糖和6.5～7.5g/L琼脂。
BA，即6-苄基腺嘌呤，是一种广泛使用的添加于植物生长培养基的细胞分裂素，具有抑制植物叶内叶绿素、核酸、蛋白质的分解，保绿防老；将氨基酸、生长素、无机盐等向处理部位调运等多种效能，广泛用在农业、果树和园艺作物从发芽到收获的各个阶段；在植物的离体快繁中可促进细胞分裂和由愈伤组织或器官上分化不定芽，同时有助于使腋芽由顶端优势的抑制下解放出来。
NAA，即萘乙酸，是一种广谱型植物生长调节剂，在植物离体培养过程中用于诱导细胞的分裂和根的分化，同时可影响茎和节的伸长、向性、顶端优势、叶片脱落等现象。
TDZ，即噻苯隆，是一种高效的细胞分裂素，在植物离体快繁中可用于促进愈伤组织生长、侧芽以及不定芽的发生，促进胚状体的形成。
2,4-D，即2，4-二氯苯氧乙酸，是一种人工合成的生长素类似物。在低浓度条件下，能十分有效的促进愈伤分裂素，但能强烈抑制器官的发生。其同时还是内吸性除草剂。
KT，即激动素，是人工合成的细胞分裂素，可以促进细胞分化、分裂、生长，促进细胞分裂，愈伤组织或器官上分化不定芽。
ZT，即玉米素，是从甜玉米灌浆期的籽粒中提取的天然植物激素，但现在已经可以人工合成，可以促进愈伤组织发芽。
IAA，即吲哚乙酸，是植物内源生长素，在植物离体快繁过程中用于促进细胞分裂与细胞生长，诱导形成不定根等。
IBA，即吲哚丁酸，是植物内源生长素，在植物离体快繁过程中用于促进细胞分裂与细胞生长，诱导形成不定根，农业生产上可增加座果，防止落果，改变雌、雄花比率等。
为了实现上述发明目的，本发明还提供了一种培养基套盒，其包括上述的用于建立无菌体系的培养基、用于丛芽诱导与增殖的培养基、用于不定芽诱导的培养基、用于不定芽伸长诱导的培养基、用于生根的培养基，以及体积比为3：1的黄泥和泥炭土混合而成的基质。
本发明上述培养基套盒可用于促进单叶蔓荆离体快速繁殖中。
为了实现上述发明目的，本发明还提供了一种促进单叶蔓荆离体快速繁殖的方法，其包括如下步骤：
(1)选取单叶蔓荆半木质化幼苗带腋芽茎段为外植体(优选取长度为1.5～3cm并带有2个侧芽的茎段)；
(2)在无菌条件下，将外植体用升汞消毒后接种于所述的用于建立无菌体系的培养基上，获得无菌苗；
(3)将步骤(2)获得的无菌苗剪切为带1个节(2个侧芽)的带芽茎段，接种于所述的用于丛芽诱导与增殖的培养基上，获得丛芽；
(4)将步骤(3)获得的丛芽剪切为带1个节的茎段，接种于所述的用于不定芽诱导的培养基上，诱导茎段扁平化，获得不定芽；
(5)将步骤(4)获得的不定芽接种于所述的用于不定芽伸长诱导的培养基上，获得伸长为常态芽的不定芽；
(6)将步骤(5)获得的伸长为常态芽的不定芽接种于所述的用于生根的培养基上，进行生根培养，得到组培苗，将其根部培养基清洗干净，移栽于体积比为3：1的黄泥土和泥炭土混合而成的基质上，完成单叶蔓荆的离体快速繁殖。
作为本发明促进单叶蔓荆离体快速繁殖的方法的一种优选技术方案，步骤(2)～(6)中的培养条件均为：(25±1)℃、光照时间12h/12h(L/D)、光照强度1500～2000lx。
作为本发明促进单叶蔓荆离体快速繁殖的方法的一种优选技术方案，步骤(2)中所述消毒的过程包括：75％酒精中消毒10～15s，无菌水漂洗1次，用0.1％升汞浸泡消毒8min，无菌水漂洗7次，再用无菌滤纸吸干表面水分。
作为本发明促进单叶蔓荆离体快速繁殖的方法的一种优选技术方案，所述方法具体为：取单叶蔓荆健康枝条的茎段，剪去多余的叶片，取长1.5～3cm并带有2个侧芽的茎段为外植体，经过表面消毒处理后，接种在用于建立无菌体系的培养基上，获得无菌芽体；取无菌芽体的带1个节(2个侧芽)的茎段分别接种于用于丛芽诱导与增殖的培养基上，以丛芽诱导率、芽增殖倍数、平均株高以及生长状态等指标确定了适宜的丛芽诱导与增殖培养基；取在用于丛芽诱导与增殖的培养基上形成的长势良好的丛芽，用刀片切取带腋芽的茎节，接种于用于不定芽诱导培养基上，通过不定芽发生率(茎段扁平化诱导率)、平均每个外植体上不定芽个数以及生长状态等为参考，确定了适宜的茎段扁平化诱导与不定芽发生配方；取在用于不定芽伸长诱导培养基上形成不定芽的扁平化茎段，在无菌条件下，用刀片切取不定芽个数相同的扁平化茎段，接种于用于不定芽伸长诱导培养基上，以不定芽伸长率、不定芽平均长度以及生长状况等指标，确定了适宜的不定芽伸长诱导培养基的配方。取在用于不定芽伸长诱导培养基上长势良好的伸长不定芽体，接种于用于生根的培养基上进行生根诱导，以生根率、平均生根数量、平均根长以及植株生长状况等为指标，确定了适宜的生根诱导配方。将生根良好的植株，洗去其根附着的培养基后，移栽于混有黄泥与泥炭土(体积比为3：1)的基质中，培养30天即可获得长势良好的组培苗。本发明首次建立了单叶蔓荆的离体茎段丛芽诱导与扁平化茎段上不定芽发生的快繁体系，经过无菌体系的建立、丛芽诱导与增殖、茎段扁平化诱导与不定芽发生、不定芽伸长、生根等处理，移栽后获得完整的数量可观的单叶蔓荆组培苗。
相对于现有技术，本发明具有如下优点：
(1)本发明用于建立无菌体系的培养基中，采用不添加任何植物生长调节剂，仅以MS为基本培养基诱导外植体腋芽萌发，建立了单叶蔓荆的无菌体系。
(2)本发明用于丛芽诱导与增殖的培养基中，切取用于建立无菌体系的培养基中形成的无菌芽体带一个节的茎段为外植体，以MS基本培养基，添加不同质量浓度的BA，以丛芽诱导率、芽增殖倍数以及株高为指标，筛选了适宜的丛芽诱导配方，并首次发现了单叶蔓荆带芽茎段可发生扁平化并形成不定芽的现象。以30天为培养周期，丛芽诱导率、芽增殖倍数以及株高分别最高可达81.11％、21.91与5.25cm，所形成的丛芽叶片嫩绿，节间紧凑，长势良好。
(3)因在用于丛芽诱导与增殖的培养基中发现了单叶蔓荆带芽茎段扁平化以及不定芽的发生，于是，以此为出发点，为了探讨单叶蔓荆带芽茎段扁平化诱导与不定芽发生的基质，用于单叶蔓荆带芽茎段偏平化诱导与不定芽发生的用于不定芽诱导培养基中，以用于丛芽诱导与增殖的培养基中丛生芽体的离体带芽茎段为外植体，以MS为基本培养基，添加了高浓度(≥2.5mg/L)的BA，以不定芽发生率、平均每个外植体上形成不定芽个数为指标，筛选了适宜的不定芽诱导培养基。以30天为培养周期，茎段扁平化诱导以及不定芽发生率、平均每个外植体的不定芽个数最高分别可达60％与84.9，获得短小紧密的不定芽。
(4)本发明用于不定芽伸长诱导培养基中，切取用于不定芽诱导培养基中发生不定芽的扁平化茎段为外植体，以MS为基本培养基，添加1.5～2.5mg/L NAA或BA与NAA组合，以芽伸长率与不定芽的平均长度为指标，筛选了单叶蔓荆不定芽伸长诱导的适宜配方。以30天为培养周期，不定芽伸长率以及不定芽的平均长度最高分别可达58.9％与3.0cm，短小紧密的芽体可形成常态芽，长势良好。
(5)将用于不定芽伸长诱导培养基中所得的伸长且生长健壮的芽体于含有IBA或NAA及其组合的1/2MS培养基内进行生根培养，最后进行驯化移栽。生根率与平均生根数分别可达70.5％与86.4。移栽30天后成活率最高可达86％。
(6)本发明首次发现了单叶蔓荆茎段扁平化诱导的不定芽发生，并建立了其丛芽遗迹不定芽途径的组织培养快繁体系，产生了具有基因一致性，可保持母株优良性状的组培苗，并解决了扦插繁殖以及种子繁殖的繁殖倍率低，受时间周期限制以及环境限制等问题。
附图说明
下面结合附图和具体实施方式，对本发明方法和有益效果进行详细说明。
图1为单叶蔓荆无菌苗建立培养效果图；
图2为丛芽诱导的效果图；
图3为茎段扁平化以及不定芽诱导的效果图；
图4为不定芽伸长的效果图；
图5为生根的植株；
图6为移栽成活的植株。
具体实施方式
为了使本发明的目的、技术方案和有益技术效果更加清晰，以下结合实施例，对本发明进行进一步详细说明。应当理解的是，本说明书中描述的实施例仅仅是为了解释本发明，并非为了限定本发明，实施例的参数、比例等可因地制宜做出选择而对结果并无实质性影响。
以下实施例中，术语“离体”是指为了各种研究目的而把生物体的一部分摘出和游离于生物体外的状态。
术语“外植体”是指在继代培养时，移入新的培养基的培养的组织切段。在本发明中，“外植体”具体是指单叶蔓荆的带腋芽茎段。
1/2培养基是指把MS培养基中的大量元素的量减少到原来的1/2所制备的培养基。
MS培养基的成分如下表1所示：
表1MS培养基的成分
如无特殊说明，本发明实施例中促进单叶蔓荆离体快速繁殖的方法中所涉及的培养基及基质分别按照下述方法进行制备(需对比不同种类、浓度的生长调节剂时，则替换相应组分)：
(1)配制1L MS培养基：准确称取表1中所述的各种化合物，加适量蒸馏水溶解，用玻璃棒搅拌促溶，用NaOH调pH至6.0，最后定容到1L。
(2)配制用于建立无菌体系的培养基：在步骤(1)所制备的MS培养基的基础上还添加25～35g/L蔗糖以及6.5～7.5g/L琼脂；
(3)配制用于丛芽诱导与增殖的培养基：在步骤(2)所制备的MS培养基的基础上还添加有0.5～2.5mg/L BA；
(4)配制用于不定芽诱导的培养基：在步骤(2)所制备的MS培养基的基础上还添加有2.5mg/L BA；
(5)配制用于不定芽伸长诱导的培养基：在步骤(2)所制备的MS培养基的基础上还添加有1.5～2.5mg/L萘乙酸；
(6)配制用于生根的培养基：在步骤(1)所制备的MS培养基的1/2基础上还添加有3.0mg/L吲哚丁酸、2.0～3.0mg/L萘乙酸、25～35g/L蔗糖和6.5～7.5g/L琼脂；
(7)配制基质1:按照黄泥：泥炭土＝3:1(体积比)的比例进行混合。
如无特殊说明，以下所述的培养条件均为：(25±1)℃、光照时间12h/12h(L/D)、光照强度1500～2000lx。
实施例1无菌体系的建立
试验设置仅1组，2017年4月，取单叶蔓荆带芽茎段进行单叶蔓荆无菌体系建立试验，具体步骤如下：
外植体的选择：取单叶蔓荆健康枝条的茎段，剪去多余的叶片，取长1.5～3cm并带有2个侧芽的茎段为外植体
表面消毒：在超净工作台上将外植体放入75％酒精中消毒10～15s，无菌水漂洗1次，用0.1％升汞浸泡消毒8min，无菌水漂洗7次，晾干表面水分。
接种：在无菌滤纸上切除茎段两端后，接种于不含任何植物生长调节剂的MS空白培养基上培养。
培养30d后可获得叶片翠绿舒展，长势良好的无菌芽体(图1)。
实施例2～6分别测试不同种类、浓度的生长调节剂加入到以上各种培养基中，对单叶蔓荆离体快速繁殖中各时期所带来的影响，并得出较优的生长调节剂选择。
实施例2不同种类、浓度的植物生长调节剂对单叶蔓荆离体茎段丛芽诱导的影响
试验设置1～25组，均以MS为基本培养基，在不同的试验组中分别单独添加了0.1～2.5mg/L的IAA、0.1～2.5mg/L NAA、0.1～2.5mg/L KT、0.1～2.5mg/L ZT、0.1～2.5mg/L BA以及0.1～2.5mg/L TDZ；
具体步骤如下：
从实施例1中的无菌芽体中取带1个节(2个侧芽)的茎段分别接种于试验1～25的培养基内，每个瓶接种茎段3个，每个配方10瓶。
培养30d后观察记录其生长情况以及统计芽平均萌发率、丛芽诱导率、芽增殖倍数以及平均株高。
间隔15d后重复该试验两次。
平均芽萌发率＝(芽萌发的外植体数/接种时的外植体数)×100％；丛芽诱导率＝产生丛芽的外植体数/接种时的外植体数；芽增殖倍数＝芽总数/接种时的芽总数；平均株高＝总株高/接种时外植体的数量。
采用上述方法进行单叶蔓荆的丛芽诱导，所得到的结果如表2：
表2不同种类、浓度的植物生长调节剂对单叶蔓荆丛芽诱导与增殖的影响
由表2可知：在不同种类、浓度的植物生长调节剂及其组合的处理下，芽萌发率、丛芽诱导率、增殖倍数以及株高均有显著性差异(P<0.5)。在含有生长素(IAA与NAA)的培养基上培养的植株大部分叶片翠绿舒展，部分黄化，植株单株生长，增殖倍率较低，在高浓度条件下(≥1.0mg/L)少数会生根；
相对比地，在含有细胞分裂素(KT、ZT、BA、TDZ)的培养基上培养的培养基内则无生根现象，但不同种类的细胞分裂素对芽增殖与株高的作用效果有显著差异。
在含有KT或者ZT的培养基培养的植株大部分单株生长，丛芽诱导率和芽的增殖倍率较低，但平均株高显著高于其它处理组，叶片翠绿舒展，长势较好。
在含有BA的培养基内培养的植株长势最好，增殖倍数显著高于其它处理组，在靠近基部的腋芽处有大量的丛芽生长且部分有绿色致密的愈伤组织出现。丛芽诱导率和芽增殖倍数与浓度呈正相关性，最高分别可达81.11％与21.91。当浓度高于0.5mg/L是则差异不显著。在高浓度(≥0.5mg/L)的BA条件下，部分茎杆偏平化，并从茎杆直接产生不定芽，随着培养时间的延长，不定芽可长成常态芽；
在含有TDZ培养基培养的大部分侧芽形成愈伤组织，萌发率最低；能萌发的侧芽也会矮化、簇生并在基部形成大量高度含水的愈伤组织，长势最差。因此最优的丛芽增殖配方为MS+0.5～2.5mg/L BA。具有较高的芽萌发率、丛芽诱导率与增殖倍数且长势良好。
实施例3不同浓度、种类的植物生长调节剂对单叶蔓荆离体茎段的不定芽诱导影响
试验设置1～17试验组，1～17试验组的均以MS为基本培养基，在不同的试验组中或单独添加0.5-5.0mg/L BA、1.0mg/L TDZ、1.0mg/L 2,4-D或1.0mg/L BA与0.1mg/L NAA组合以及1.0mg/L BA、0.1mg/L NAA与0.1mg/L TDZ组合；
具体步骤如下：
从实施例2的丛生芽体中取带腋芽的茎节分别接种于试验组1～17的培养基内，每个瓶子接种3段，每个试验组接种10瓶。
培养30d后观察记录其生长情况以及统计不定芽诱导率、平均每个外植体的不定芽数。
间隔15d后重复该试验两次。
不定芽诱导率＝(出现不定芽的外植体数/接种时的外植体数)×100％；平均不定芽个数＝不定芽总数/出现不定芽的外植体个数。
采用上述方法进行单叶蔓荆茎段扁平化诱导的不定芽发生，所得到的结果如表3。
表3不同浓度、种类的植物生长调节剂及其组合对单叶蔓荆不定芽诱导的影响
由表3可知：茎段在添加1.0mg/L 2,4-D或1.0mg/L TDZ的培养基上培养基部切口处以及腋芽大多数均形成愈伤组织，无偏平化的发生与不定芽的形成；然而，在添加BA或高浓度(≥1.0mg/L)的KT或ZT可发生扁平化，形成不定芽(图3)。在添加BA的培养基里的不定芽发生率与平均不定芽数最高，不定芽发生率与平均不定芽数随着BA浓度的升高而增加，最高分别可达60％与84.87。当浓度≥2.5mg/L时则差异不显著且高浓度(≥5.0mg/L)BA可使叶片卷缩，并伴有轻微玻璃化；当1.0mg/L BA与NAA或与NAA、TDZ组合时，其不定芽发生率均与单独添加1.0mg/L BA时无明显差异，但其不定芽个数在BA单独与NAA组合时显著少于其他两个处理组的。可知，NAA对不定芽发生有一定的消极作用。最优的不定芽诱导配方应为：MS+2.5mg/L BA。
实施例4不同浓度、种类的植物生长调节剂对单叶蔓荆扁平化茎段上不定芽伸长影响
试验设置1～13组,1～13试验组的均以MS为基本培养基，在不同的试验组中或分别单独添加了0～2.5mg/L KT、0.5～2.5mg/L BA、0.5～2.5mg/L NAA或0.5～2.5mg/L BA与0.1mg/L NAA组合使用；
具体试验步骤如下：
(1)从实施例3中取形成不定芽的扁平茎段，在无菌条件下切成大小相同的不定芽块，不定芽数约10个/块，不定芽高度大致相同，约为0.2cm/个。
(2)分别在无菌条件下微扦插于试验组1～13中进行不定芽伸长诱导。
(3)每个瓶接种茎段6个，每个处理10瓶。培养30d后观察记录其生长情况，以不定芽长度≥0.5cm为伸长芽，统计不定芽伸长率与平均每个不定芽的长度。间隔15d后重复该试验两次。伸长率＝(出现伸长的不定芽数/接种时的不定芽总数)×100％；平均每个不定芽的长度＝不定芽的总长度/接种时的不定芽数。
表4不同的植物生长调节剂及其组合对不定芽伸长与芽平均长度的影响
由表4可知：在添加NAA的培养基上的不定芽伸长效果最好，芽体细长翠绿(图4)，芽伸长率与伸长的长度均显著高于其它处理组。随着NAA浓度的增加，芽伸长率与不定芽长度也增加，最高分别可达58.9％与3.0cm，但当浓度≥1.5mg/L时则差异不显著；KT或BA诱导不定芽伸长效果与空白对照组差异不显著。且添加BA的培养基上诱导伸长的不定芽节间短，同时可形成新的不定芽，从而影响不定芽的伸长率与平均芽长度，KT诱导伸长的不定芽虽然叶片舒展，节间长，但是不定芽伸长率与平均长度较低。当BA与NAA搭配时，芽伸长率与长度均高于单独添加BA时的，可见，NAA对于芽伸长诱导具有重要作用。最优的不定芽诱导配方为：MS+1.5～2.5mg/L NAA。
实施例5NAA与IBA对单叶蔓荆芽体生根的影响
试验设置1～16试验组，1～16试验组均以1/2MS为基本培养基，试验组1为空白对照组，不添加任何植物生长调节剂；试验组2～16中分别添加0.5～5.0mg/L的NAA或IBA以及IBA(1.0与3.0mg/L)与NAA(1.0、2.0、3.0mg/L)组合，具体见表5。
具体试验步骤如下：
(1)从实施例4中取株高3～4cm，带节3个的生长健壮的芽体，在无菌条件下从其基部与母株切离。
(2)将切离好的芽体分别接种于试验组1～16的培养基中，每瓶接种6个，每个试验组10瓶。
(3)在培养40d后统计其生根率、平均每株生根数与平均根长并记录其小苗的长势。试验重复3次。生根率＝(生根株数/接种时的总株数)×100％。平均每株生根数＝根总数/生根的植株总数；平均根长＝根长总数/生根的植株总数。
表5不同浓度的IBA与NAA及其组合对单叶蔓荆芽体生根的影响
由表5可知：芽体在不含任何植物生长调节剂的试验组1内不能生根，在其它处理中培养10～15天，芽体陆续开始生根。芽体在单独添加NAA的培养基内的生根诱导效果较差，当NAA≥1.0mg/L时，才可诱导生根，生根诱导率较其他处理组最低，但是一旦诱导生根，则根数非常密集，侧根发达，但平均根长较短(图5左植株)。
在单独添加0.5～5.0mg/L IBA的培养基上培养的芽体生根诱导率与IBA浓度呈正相关性，随着IBA浓度增高，生根诱导率增加，当浓度≥3.0mg/L时则差异不显著。平均生根数与平均根长在不同的IBA浓度之间差异不显著，均表现为生根系数较低，侧根不发达，但平均根长较长(图5右植株)。
在同时添加IBA与NAA的培养基上培养的芽体生根效果较理想，均优于单独添加NAA或者IBA的。当NAA浓度一定时，生根率随IBA浓度的增加而升高。当IBA浓度一定时，平均生根数量随着NAA浓度的增加而升高，最高的生根率与生根系数分别可达70.48％与86.37。最佳的生根诱导组合为1/2MS+3.0mg/L IBA+2.0～3.0mg/L NAA。其兼顾了单独添加了同浓度的NAA或IBA的优点，不但具有较高的生根诱导率与生根系数，同时侧根发达，平均根长居中。
实施例6不同植物生长调节剂诱导来源对组培苗移栽的影响
试验设置试验组1～3组。试验组1～3中均以黄泥与泥炭土以体积比3：1混合为基质，然后分别将IBA、NAA以及IBA与NAA组合而诱导的组培苗经炼苗后移栽到基质内。
具体实验步骤如下：
(1)分别取单独添加IBA、NAA以及IBA与NAA组合进行生根诱导的组培苗。
(2)在组培苗长到3～4cm高后，打开其所在的培养瓶瓶盖，炼苗3～5d，使幼苗初步适应外界的环境。
(3)用自来水洗去其根系附着的固体培养基，然后分别移栽到混合植于含有黄泥与泥炭土(体积比＝3：1)的基质内中，每袋移栽一株，每个处理移栽100株。
(4)浇足定根水，每天的早晚采用喷雾的方法保持土壤湿润。30d后统计幼苗的成活率及其生长状况。
表6不同植物生长调节剂诱导来源对组培苗炼苗移栽的影响
分别将在单独添加NAA或IBA以及NAA与IBA组合的培养基上诱导的生根良好的组培苗在自来水中冲洗掉根系附着的琼脂，发现在含有IBA培养基中诱导的侧根不发达组培苗的主根在去除琼脂的过程中很容易脱落，甚至有的主根全部脱落完，无法用于移栽。而在含有NAA培养基中培养的侧根发达的组培苗根部虽然也会有根脱落的情况，但由于其根系密集，所以脱落部分根也不影响移栽。由表6可知，在移栽30天后观察并统计，发现单独添加NAA或IBA以及NAA与IBA组合的移栽成活率分别为：82％、66.67％以及86％，组培苗叶片翠绿，茎杆粗壮，长势良好(图6)。
应当说明的是，以上实施例仅用以说明本发明的技术方案而非对本发明保护范围的限制，尽管参照较佳实施例对本发明作了详细说明，本领域的普通技术人员应当理解，可以对本发明的技术方案进行修改或者等同替换，而不脱离本发明技术方案的实质和范围。